Principes de la thérapie génique et applications en rétinologie

L’utilisation de la thérapie génique dans l’environnement des structures rétiniennes présente de nombreux avantages :

1. accessibilité de l’organe permettant des techniques non-invasives,

2. faible quantité de médicaments à administrer grâce au faible volume de la rétine,

3. peu de risque d’intégration accidentelle mutagène. La rétine étant composée de cellules post-mitotiques, elle permet une expression du gène sur le long terme sans risque d’insertion génomique,

4. accessibilité facilitée aux examens fonctionnels et d’imagerie non invasifs grâce à la transparence des milieux qui entourent la rétine,

5. bonne tolérance à la thérapie génique grâce à la barrière hémato-rétinienne protégeant les structures du système immunitaire,

6. possibilité de ne traiter qu’un seul œil et considérer le deuxième œil comme contrôle d’efficacité et de tolérance du traitement.

Le principal inconvénient vient de la nature post-mitotique des cellules rétiniennes. En effet, les vecteurs viraux ne peuvent pénétrer que dans des cellules en division, ils ont donc un accès limité à ce type de cellules. De plus, le succès de la thérapie génique dépend du niveau de dégénérescence des cellules rétiniennes au moment de l’injection : les cellules rétiniennes ne peuvent pas être remplacées une fois le processus de dégénérescence enclenché.

Administrés par voie sous-rétinienne, les vecteurs AAV (virus adéno-associés) ont montré un bon profil de tolérance en préclinique et en clinique chez des patients atteints de rétinite pigmentaire héréditaire.
La toxicité du vecteur dépend de la dose utilisée et du type de promoteur choisi pour l’expression du gène thérapeutique. En effet, une injection sous-rétinienne de vecteur AAV dans des modèles animaux ont montré une expression dans le nerf optique et les voies visuelles mais pas dans d’autres organes.
Si certaines études menées dans le foie de souris « nouveau née » ont montré une intégration accidentelle du vecteur AAV avec formation de tumeur, ce risque semble néanmoins limité concernant les cellules rétiniennes, qui ne se divisent pas.
Limiter au maximum la quantité de vecteur injecté semble néanmoins un prérequis indispensable.
Si les bénéfices à court terme ont été observés, les résultats sur les capacités visuelles à long terme sont encore à préciser. En effet, certaines études ont révélé une perte d’efficacité plusieurs années après injection.

C’est en octobre 2020 que les docteurs Emmanuelle Charpentier et Jennifer Doudna ont reçu le prix Nobel de Chimie pour la mise au point de cette technique d’édition du génome (de l’anglais genome editing).
CRISPR-Cas9 (CRISPR pour Clustered Regulary Interspaced Short Palindromic Repeats) est un outil moléculaire simple et rapide permettant de modifier une séquence d’ADN de façon ciblée (inactivation d’un gène, correction d’une mutation spécifique, insertion d’un nouveau gène…) grâce à l’utilisation d’un ARN guide.
La reconnaissance précise de la séquence d’ADN est faite par l’ARN guide et la coupure par une endonucléase Cas9. Ce système de coupure/réparation de l’ADN a émergé comme un outil particulièrement adapté à l’ingénierie génétique.
En 2020, un essai de phase I/II ciblant des mutations dans le gène CEP290 a été mené dans l’amaurose congénitale de Leber. Par le biais d’un vecteur AAV, le couple CRISPR-Cas9 a été introduit via une injection sous-rétinienne. Il s’agissait pour cette phase de tester la tolérance au traitement de petites doses de vecteur. L’avenir dira si d’autres patients pourront recevoir de plus fortes doses.
Certains obstacles doivent encore être surmontés notamment en ce qui concerne l’apparition de coupures « off target ». En effet, lors de la fixation de Cas9 à l’ADN, des mésappariements peuvent apparaître provoquant des coupures en dehors de la séquence ciblée, coupures pouvant causer des altérations dans d’autres fonctions cellulaires.